细胞冻存操作要点：

1. 1、细胞冻存前12~24h，换新鲜培养基，使细胞一直处于对数生长期。

2. 2、待细胞长至80%汇合时胰酶消化，用新鲜培养基吹打后制成细胞悬液，1000rpm离心10min。悬浮细胞则直接离心。

3. 3、弃上清，加入冻存液重悬细胞沉淀，调整细胞浓度为3×10⁶~1×10⁷cells/mL。将细胞悬液分至冻存管内，每管1~1.5mL，拧紧盖子。在管壁上做好标记，标明细胞名称、冻存日期等。（细胞冻存液配方可为胎牛血清：培养基：DMSO=4：5：1或胎牛血清：培养基：DMSO=1：8：1或胎牛血清：DMSO=9：1，可根据各实验室实际条件调整）

4. 4、按下列顺序依次降温：室温→4℃ 20min→-20℃ 30min→-80℃过夜→液氮保存。也可使用程序降温盒更为方便，细胞冻存管放入程序降温盒内可直接放入-80℃过夜，再转至液氮罐内。注意程序降温盒内异丙醇的量必须高于最低刻度线；冻存5次后异丙醇需要跟换一次，以免影响冻存效果。

5. 5、细胞冻存后应取出一管复苏，检测细胞的存活率。理论上细胞可在液氮内长期保存，为稳妥起见可在细胞冻存半年后复苏培养，观察细胞生长情况，再继续冻存。

细胞复苏操作要点：

1. 1、将培养基在37℃水浴锅预热；准备一个15mL无菌的离心管，加入8mL预热培养基。

2. 2、将冻存细胞从液氮罐中取出，快速放入37℃水浴锅中复温（可准备一洁净的烧杯，装满37℃的水，细胞冻存管取出后迅速放入烧杯内，再逐步转移到水浴锅中）。轻轻晃动冻存管，使细胞能在1~2min内完全解冻，使细胞能尽快通过最易受损的温度段（-5~0℃）。注意冻存管管口不能没入水中，避免引起污染。

3. 3、用75%酒精擦拭冻存管后再置于超净台内，将管内细胞转移至准备好的离心管内，轻轻吹打液体，使细胞均匀分散，降低DMSO浓度，吹打时避免产生气泡。用新鲜培养基洗管壁2次，均转移至离心管内。

4. 4、800rpm离心5min，弃上清，加入新鲜的培养基，吹打制成细胞悬液。

5. 5、将细胞悬液转移至T25细胞瓶内，补加适量的培养基，轻轻晃动细胞瓶使细胞分布均匀，放入温箱内培养。

6. 6、第二天观察细胞贴壁生长情况，换新鲜培养基以去除死细胞。继续培养，待细胞长至80~90%汇合时正常传代。一般刚复苏的细胞需经过2~3次传代，细胞活力恢复后才能进行后续的实验。

对DMSO不敏感的细胞在复苏时也可不离心，减少操作步骤，也可降低污染的几率。将解冻的细胞悬液直接转移至T25细胞瓶内，补加新鲜培养基，放入温箱内培养。但培养12~20h后必须换新鲜的培养基，移除死细胞。